动物学心得体会（精选6篇）
动物学是生物学基础学科。在中国近代第一份生物学高等教育专门的课程表中动物学实验安排在第一学年，每星期10个课时，仅次于第三学年的植物学实验20课时，位于第二。1913年1月12日教育部公布《大学规程》，生物学分为动物学与植物学两门，并对两门学科的课程进行了明确规定。20年代中后期，一批留学生学成回国，从事生物学教育，实验生物学课程也纷纷发展起来，如1929年，寿振黄在清华大学开设胚胎学课程；1930年，蔡堡在中央大学开设胚胎学和实验动物形态学课程。解放以后至1956年，全国各所大学生物系基本上设置的是生物学专业。1991年，当时的国家教委根据国内人才培养的需求和专业设置过细的问题，提出了宽口径培养的人才培养规划。
根据国家教委的指导精神，1991年生物学教指委在内蒙古大学召开了工作会议，会议探讨了生物学专业设置问题，提出了国内生物类本科生专业设置的指导性建议，生物科学专业基础课逐渐走上了模式，即植物生物学、动物生物学、微生物学、生物化学、细胞生物学、遗传学6门主要课程，另外根据学校的不同和特点，设置了分子生物学，生态学等课作为补充。1998年以来，全国高校的生命科学学院在211工程、基地建设项目、世行贷款国家财政拨款项目及国家有关部委与地方政府共建项目契机下，深入进行实验课教学改革和实验室建设，探讨出了一条培养具有创新思想和较强综合分析能力与动手能力的、面向21世纪生物学人才需求的实验课改革和教学管理体制改革道路。
知识学习的`重要方面是学会运用它，并用它来启迪智慧、塑造性格，动物学实验课程对培养学生的动手操作能力、分析和解决问题能力，提高学生创新能力和综合素质具有重要作用。对大多数接受过动物学科严格理论学习、实验训练的学生来说，无论他们进入产业界从事管理工作，还是到中小学当教师，他们将是医药、农学、生物技术产业最优秀的人才资源。
肺水肿是指由于某种原因引起肺内组织液的生成和回流平衡失调，使大量组织液在很短时间内不能被肺淋巴和肺静脉系统吸收，从肺毛细血管内外渗，积聚在肺泡、肺间质和细小支气管内，从而造成肺通气与换气功能严重障碍。在临床上表现为极度的呼吸困难，端坐呼吸，发绀，大汗淋漓，阵发性咳嗽伴大量白色或粉红色泡沫痰，双肺布满对称性湿啰音。肺水肿为内科危急重症，临床症状凶险，病情发展急剧，易并发呼吸、循环衰竭，病死率极高，如果不及时诊治，会引发严重的后果。目前，国内外复制实验性肺水肿的模型很多，如油酸诱导，注射生理盐水，吸入光气等方法，都有很明显的现象。我们采用切断迷走神经的方法，对大鼠肺系数等指标进行观察，观察肺水肿模型是否建立。
1 材料与方法
1.1 实验动物：SD大鼠24只，体重做任何处理;B组为实验组，将大鼠称重麻
200-290g，雌雄随意，由成都医学院实醉(用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的验动物中心提供。 量)后，找出一侧迷走神经，用手术剪剪断;1.2 实验药品与试剂：3.6%水合氯酸。 C组也为实验组，将大鼠称重麻醉(用3.6%1.3实验仪器与器械：电子天平，注射器，水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量)后，找烧杯，手术器械(解剖刀，解剖盘，解剖出两侧的迷走神经剪断。手术处理后，观察剪刀，手术线眼科镊等)、滤纸，计时器大鼠有无呼吸频率改变、湿啰音、咳血、身等。 体抽搐等体征变化，0.5小时后处死所有的鼠。
2 方法
在解剖时，先结扎气管以免液体外溢，将实验动物随机分为3个组，A组B组C 然后将肺和心脏一同取出，剪去心脏和表面组各8只大鼠。A组为假手术组，将大鼠称的脂肪组织，并用滤纸吸干表面的液体，最重，麻醉(用3.6%水合氯酸麻醉，按后分别将各组大鼠肺称重，计算肺系数(肺100g/1mL的量)后，仅找出迷走神经，不系数=肺重量(g)/大鼠体重(kg))。
3 实验结果现象
在整个实验中，B组C组中各有一只大鼠在剪断迷走神经时不慎将颈总动脉剪断，导致大出血死亡，A组B组C组都没有出现湿啰音，也无咳嗽，鼻孔与口腔无粉红色泡沫样液体出现，也没有抽搐，整个试验期间大鼠都没有死亡。根据实验结果现象分析，并没有出现肺水肿。
4结论与讨论
肺水肿是临床较为常见的综合病症，有很多的致病因素。由于对其发病机尚未完全阐明，因此，常常借助于一些动物模型进行发病机制和相关治疗的试验研究。结扎迷走神经是急性肺水肿动物模型是常用的一种动物模型。迷走神经支配呼吸、消化两个系统的绝大部分器官以及心脏的感觉、运动以及腺体的分泌。因此，迷走神经损伤可引起循环、消化和呼吸系统功能失调。在这次试验中，结扎迷走神经一段时间后，即可观察到B、C与A组对照出现的显著性差异，首先为大鼠的呼吸急促、紫绀;试验中观察到A组大鼠双肺呼吸音清晰，试验B、C两组大鼠双肺呼吸急促浑浊，并且有少许的红色粘液出现在鼻孔，显示试验组发生肺水肿，肺泡弥散功能严重降低;试验后解剖各组大鼠，对照组双肺饱满，呈粉红色，表面光滑，未见淤血，肺切面未见溢出粉红色液体。试验组肺体积明显增大、被膜光亮、湿润，表面呈现红褐色或暗紫色，可见片状淤血出血斑。目前，国内大量研究表面，肺重系数是一个衡量肺水肿比较好且准确的指标。
大鼠经过结扎迷走神经可以在短时间内诱导肺水肿的发生，并且通过检测几项指标都可以观察到明显的变化，效果较好。夹闭迷走神经来诱导大鼠肺水肿动物模型简单易操作实施，成本小，重复性高，可以作为临床上比较理想的肺水肿动物模型
基因）和对照组（空质粒）！其他的方面我先咱不谈，先谈谈关于尾静脉注射的经验和心得吧，希望能对对此实验困惑的同志以帮助吧！
我们实验都是拿裸鼠做的，预实验是我扎了一只，打了4—5针一针都没进，后来让我们科的一个护士来扎都扎不进去！并且让人倍感压力的是实验组和对照组要对比，所以要求打进的肿瘤细胞量得一致！小老板很严格，要是打不好自己准挨说呢！
裸鼠很贵，练习的空间很小！后来无意中我们动物房的其他实验组要处理实验完成的老鼠，我就求了求让他们，让他们把裸鼠先别处死，我帮他忙养着，然后我可以拿来练习了。后来经过了自己的摸索和联系，现在尾静脉一次注射成功的概率在80%以上呢。现把经验总结如下：
1、准备工具，其实很简单得，园子里有人见过的，就是哪一个50ml的
离心管
，把帽上面扎一个粗得孔，尾巴可以从这个孔里传出来呢，然后在管里面打几个眼，让老鼠呼吸用。
2、把老鼠装到刚才那个装置里，在尾巴静脉注射前先要拿50℃左右的水泡一泡，1分钟，切忌用很热的水，会把尾巴烫脱皮然后感染呢。泡完后会看到尾静脉明显的充盈起来了（此步骤十分的重要）。
3、然后就该注射了，我一开始做的时候是找一个平面，就是能让尾静脉平行的面，可以东西踮起来或者用手垫着把尾静脉拉成一个平面！总的原则就是把尾静脉拉平、拉紧了。
4、然后用酒精棉球擦一擦，擦完后可以更清楚的看到尾静脉！接下来就开始注射了，我推荐大家注射时选择4号或4号半的注射器。下面是要点：“斜面向上，选择平行与尾静脉的方向刺入，不要有任何角度，刺入约0。5—1cm后退针但不要完全退出，斜面退出约一半时如果针在血管里会有血冒出，然后再次进针，进针距离要短于第一次进针距离，否则会刺穿血管！然后推注液体，此时应该不会感到有很大阻力，可以看到尾静脉血管变白，但是周围组织没有肿，此时顺利完成尾静脉注射“。
有一点需要指出的是不推荐根据推注压力感觉是否进入血管，因为这样会浪费一部分细胞，会导致计数不准！重点注意下我进针的细节，都是自己的切身感受！体会到了你就成功了！
记得陆游有一句诗：纸上得来终觉浅，知此事要躬行！意思是说，从书本上得到的知识毕竟比较肤浅，要透彻地认识事物还必须亲自实践。野外实习正是将课堂上学的理论知识与野外实际或生产实践相结合，从而达到巩固理论知识的目的。动物生态学野外实习，不仅验证了书本知识和巩固理论知识，而是更加重视理论知识的应用，强调整个过程的参与和学习，充分发挥我们学习的主动性，激发同学们的学习兴趣和创造力，也培养了我们的团队精神和协作意识。让我们更加了解昆虫和鸟类的种类和形态特征。
通过动物生态学的实习，我认识了清西陵的特有鸟类和普遍鸟类，了解到鸟类的生活习性及其形态特征，因此培养了对鸟类的观察兴趣和提高了对鸟类的保护认识。也认识了昆虫共有的目和各目的代表动物，从而初步了解了各目的特征和各自的区别。但由于观察的时间太短，对少数的鸟类特征并未弄清楚。
环境是动植物赖以生存的基础，而植物的分布反映了相应的环境，动物的活动同样影响着环境，因此动植物的生存与环境紧密相连，在本次野外实习过程中，我深刻地认识到这一点。
总的来说，这次实习算是顺利，在整个动物生态学的实习中，我学习到如何采集动物标本，认识到理论知识与实际环境的联系，如何结合实际去加深理论的认识。并且体验了集体分工合作好处，还有学习到书本以外的知识。我对动物世界充满浓厚的兴趣，但也发现了自己的不足，需要在以后的学习中更加努力。
实验动物学就这样匆匆结束了，总觉得时间过得很快，心里有种说不出的不舍。记得最初选修这门课的时候，心里很是没低，因为以前从来没有接触过动物实验，（由于专业的原因吧）虽然很想学，可又担心会跟不上其他同学，甚至会考试不过影响学位。不过最后还是选了，如果不学也许就永远不知道它其中所蕴含的乐趣和那种追求医学研究时所必须的严谨，现在想想当时的选择是多么的正确，，正是因为这次犹豫中的选择，让我爱上了这门课。记得第一次实验课是让学捕捉实验鼠，并做常用的给药方式，第一次抓到老鼠时的兴奋至今还难忘，这个实验还算简单，所以很顺利就做完了老师所要求的，同时也给了我很大的信心去学好这门课。以后每次试验课我都会早早的去，很用心的去记录老师讲的每个实验细节，直至最后一节课。有时候看到那些可爱的实验动物总不忍心去实施残忍，每当看到因为自己操作失误而致动物大出血，最后挣扎到死亡时，心中都有种莫名的难受。也有同学对我说既然选择去做实验就不能有怜悯，手要狠，我知道她说的是对的，可是我需要去慢慢的适应。后来我就笑着对同学说，如果不能避免残忍，那就让我们认真的去做好每个实验，合理的去利用每一个实验动物，在不影响实验结果的前提下最好一鼠多用，虽然最终都是要处死的，但至少死有所值吧。
随着对医学研究的不断深入，动物实验在医学、药学中的应用也会越来越广，它的重要性将会被更加重视。医学的发展历史告诉我们：有些问题单凭临床经验积累需要花费很长时间才能得到解决，或者虽花费很长时间，问题仍得不到解决，而通过动物实验有些问题就可以得到迅速解决。在我们追逐科研成果的同时，也一定不要忘记去适时的保护这些为我们做出了巨大贡献的动物，如果说，实验是为了更长远的社会利益，那几乎所有的医学科研成果是以无数动物的生命作为代价的，所以请让我们用仁慈的心去善待那些有生命的动物们吧。
通过学习这门课，最大的收获我觉得并不是学会了多少种实验的操作（当然这是最基本的要求），而是通过实验更让我们受益的是它需要的这种执着，细心和认真严谨的态度，还有那种团队合作的精神。任何一个实验都是需要大家共同努力去完成，任何一个细节出了问题都会导致最终的失败，所以就要求我们去负责的对待每个环节，每一个步骤。只要把握好整个过程，就会顺利的达到预期的目的。
最后，更要感谢的就是这么多天来一直陪伴我们，不厌其烦、耐心教诲的所有实验室老师们，是你们不仅让我们学会了基本的实验操作，激起了我们对实验课的兴趣，更主要的是从你们身上让我们看到了对那种学术热爱、严谨的精神和为人师表的优秀风范，也许我们以后就不需要再做实验，也许这真的就是我们研究生生涯的最后实验课，但你们的精神和教诲会影响我们的一生
本人之前从未接触过动物实验，实验室内也没有人做过动物实验，实验内容涉及小鼠灌胃，不知如何下手，内心有点慌，于是就从网上搜索视频开始学习。先买回来四只小鼠，想着练习基本的实验操作，本人之前连小鼠抓取都不太懂，虽然大学学习过，但几年没有接触还是手生的狠，这次就只好硬着头皮上了。好了废话不多说回归正题。
关于灌胃，小鼠的抓取很重要，右手抓住鼠尾，左手沿鼠背往上抓住颈背部皮毛，同时确保前肢皮毛也有部分抓取，这是为了固定小鼠前肢，防止注射时小鼠前肢抓握针头。抓取固定小鼠之后，取带有灌胃针的注射器，沿着小鼠右嘴角插入(因左手固定小鼠，所以沿右嘴角进针比较方便)，贴着小鼠上颌进针，然后再进针会遭遇抵触感，此时到达小鼠咽部，这时不要硬插针，稍微停一下，到达咽部后把针稍微挪动感觉放置咽喉中部，此时将注射器抬起与身体呈竖直的状态，再进针小鼠会有抵抗，但没有关系，顺着抵抗感慢慢进针，随后会有落空感，此时就表明针已进入小鼠胃中，注射药液，拔出针头即可。
希望对初做动物实验的小白有所帮助，这都是反复尝试摸索出来的，之前能灌进去胃都是偶然时间，搞得小鼠受折磨，我也难受，掌握一点技巧，小鼠也能少受罪